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Investigación

Leishmaniasis and Chagas Disease

Líneas de investigación

Content with Investigacion Resistencia a Antibióticos e IRAS .

Resistencia a Antibióticos

Nuestro objetivo general es aportar conocimiento precoz sobre cualquier mecanismo de resistencia a antibióticos emergente en nuestro país. Dicho aporte de conocimiento se fundamenta en unos objetivos transversales clave:

  1) La capacidad de adaptar la investigación a los problemas de resistencia emergentes

  2) La promoción de estudios de investigación cooperativos y multidisciplinares con diferentes centros españoles y extranjeros

  3) La transferencia ágil de los resultados de la investigación a la práctica clínica del Sistema Nacional de Salud

  4) El fomento de la interrelación de la investigación con la referencia, la asesoría, la formación y la divulgación.

Nuestros principales objetivos científicos son la caracterización de las bases moleculares de la resistencia a antibióticos en bacterias patógenas, el estudio de la epidemiología molecular y la estructura poblacional de las bacterias resistentes, la caracterización de los elementos genéticos móviles que portan los genes de resistencia, y el desarrollo de técnicas diagnósticas y alternativas terapéuticas frente a bacterias con resistencia extensa, basado en nuevas tecnologías como la secuenciación de genomas bacterianos. La investigación en las vías de diseminación de enterobacterias, Acinetobacter baumannii y Pseudomonas aeruginosa productores de carbapenemasas es uno de nuestros objetivos prioritarios.


Algunas iniciativas en las que participamos son la red europea de vigilancia de la resistencia a antibióticos (EARS-Net), el  sistema de la OMS desarrollado para apoyar el plan de acción mundial sobre la resistencia a los antimicrobianos (GLASS), la red española de investigación en patología infecciosa (REIPI), el Plan nacional contra la resistencia a antibióticos (PRAN), el Comité Coordinador de la red de laboratorios para la vigilancia de microorganismos resistentes, y la coordinación nacional de los proyectos CARBA-ES-2019 (nacional) y CCRE-survey (ECDC).

Líneas de investigación

- Detección y caracterización de mecanismos de resistencia a antibióticos emergentes, sobre todo a antibióticos de última línea como los antibióticos carbapenémicos y la colistina.


- Caracterización y trazabilidad interregional, mediante el análisis de secuencias de genomas completos (WGS), de clones de alto riesgo con múltiple resistencia a antibióticos, y de plásmidos epidémicos portadores de genes de resistencia.


- Identificación mediante recursos bio-informáticos de posibles dianas para el desarrollo de nuevos productos o moléculas relacionadas con el control de la resistencia a antibióticos (vacunas, pruebas diagnósticas, atenuantes de virulencia y otros).


- Análisis de las tendencias evolutivas de la resistencia a antibióticos en patógenos bacterianos productores de bacteriemia; European Antimicrobial Resistance Surveillance Net (EARS-Net) del ECDC y Global Antimicrobial Resistance Surveillance System (GLASS) de la OMS.


- Análisis del microbioma y resistoma del tracto gastrointestinal humano y su relación con la colonización por bacterias multi-resistentes y desarrollo de infecciones (metagenómica).

Investigación en infecciones multirresistentes

 

La emergencia y diseminación global de cepas bacterianas de diferentes especies con resistencia a distintas clases de antibióticos (cepas multirresistentes) supone una amenaza para la eficacia del tratamiento antibiótico. El Antibiotic Resistance Global Report publicado por la Organización Mundial de la Salud en 2014 destacó altas tasas de resistencia en varias especies de bacterias patógenas en cada una de las seis regiones incluidas en el estudio (WHO; 2014). Las infecciones causadas por bacterias resistentes están asociadas a una mortalidad significativa, produciendo más de 700.000 muertes al año, y se estima que esta cifra llegará a 10 millones de muertes anuales en 2050, si no cambia la tendencia actual (Antimicrobial Resistance Rev; 2015). En 2017, la Organización Mundial de la Salud identificó las especies bacterianas frente a las que deberían implementarse nuevas medidas de tratamiento y prevención (WHO 2017). En este informe se clasificaron las especies Gram negativas multirresistentes.

Acinetobacter baumannii, Pseudomonas aeruginosa y Klebsiella pneumoniae con la prioridad más alta (Priority 1: Critical). Las tasas de resistencia a los antimicrobianos de primera línea de estas bacterias Gram-negativas multirresistentes se han incrementado a nivel global durante la última década, complicando significativamente el manejo clínico de las infecciones producidas por estos microorganismos. En este contexto, nuestro grupo está desarrollando las siguientes líneas de investigación:

1. Desarrollo de vacunas para infecciones multirresistentes

Esta línea de investigación tiene como objetivo del desarrollo preclínico de vacunas profilácticas y anticuerpos monoclonales terapéuticos para infecciones producidas por bacterias Gram negativas multirresistentes de difícil manejo clínico debido a la resistencia antimicrobiana. La investigación realizada en esta línea tiene como objetivo identificar y caracterizar antígenos de las bacterias multirresistentes (Acinetobacter baumannii, Klebsiella pneumoniae y Pseudomonas aeruginosa) que sirvan para el desarrollo de anticuerpos monoclonales y vacunas a través de estudios epidemiológicos, genómicos y proteómicos.

2. Caracterización de tratamientos novedosos para infecciones multirresistentes

Esta línea de investigación tiene como objetivo identificar y caracterizar nuevos tratamientos basados en moléculas novedosas y/o combinaciones de antibióticos existentes para infecciones producidas por bacterias Gram negativas multirresistentes.  También se emplean técnicas moleculares y "omicas" para la identificación de nuevas dianas para el desarrollo de antibióticos novedosas. 

3. Desarrollo de vacunas frente a SARS-CoV-2

Debido la situación producida por la propagación del SARS-CoV-2 urge la realización de estudios que tienen como objetvo el desarrollo de vacunas profilácticas.  Nuestro grupo lidera el desarrollo de un prototipo de vacuna basado en ADN plasmídico que expresa antígenos de SARS-CoV-2 y la caracterización de la respuesta inmune inducida por esta vacuna en un modelo murino de inmunización.

Caracterización molecular de los estafilococcus

​El Laboratorio de Referencia e investigación en Infecciones Relacionadas con la Asistencia Sanitaria dispone de un Programa de Vigilancia de Staphylococcus aureus y Estafilococos coagulasa negativa y de la siguiente cartera de servicios:

Estafilococos coagulasa negativa

Identificación:

Por secuencia del gen 16S del ARN ribosómico

Por secuencia del gen rpoB

Por secuencia del gen tuf

 

Marcadores moleculares

Perfil por PFGE

SSC

mec

MLST

 

Detección de genes

Genes mec

Genes de resistencia

Mecanismos de resistencia al linezolid

Dominio V del gen 23S ARNr

Gen rplC (riboproteína L3)

Gen rplD (riboproteína L4)

Gen rplV (riboproteína L22)

 

 

Staphylococcus aureus

Identificación:

PCR del gen Sau

Por secuencia del gen 16S del ARN ribosómico

Por secuencia del gen rpoB

Por secuencia del gen tuf

 

Marcadores moleculares

PFGE

MLST

SSC

mec

Spa-tipo

 

Detección de genes

Genes mec

Gen PVL

Toxinas exfoliativas (SST)

Toxina del Shock Tóxico (TSST)

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Pediatric drug-resistant tuberculosis in Madrid family matters

7. Santiago B, Baquero-Artiago F, Mejias A, Blázquez D, Jimenez MS, Mellado-Peña MJ, EREMITA Study group. Pediatric drug-resistant tuberculosis in Madrid: family matters. The Pediatric Infectious Disease Journal. 2014; 33:345-350.

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Mycobacterium kumamotonense, another Member of the Mycobacterium terrae Complex Unusually Carrying Two Copies of the Ribosomal RNA Operon

8. Menéndez MC, Jiménez MS, Yubero J, García MJ. Mycobacterium kumamotonense, another Member of the Mycobacterium terrae Complex Unusually Carrying Two Copies of the Ribosomal RNA Operon. Mycobac Dis; 2014; 4:176.

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Mycobacterium mageritense meningitis in an immunocompetent patient with an intrathecal catheter.

9. Muñoz-Sanz A, Rodríguez Vidigal FF, Vera-Tome A, Jimenez MS. Mycobacterium mageritense meningitis in an immunocompetent patient with an intrathecal catheter. Enfer Infecc Microbiol Clin. 2013; 31:59-6

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3. Banyard AC, Selden D, Wu G; Thorne L, Jennings D, Marston D, Finke S, Freuling CM, Mueller T, Echevarria JE, Fooks AR. Isolation, antigenicity and immunogenicity of Lleida Bat Lyssavirus. Journal of General Virology, 2018. 99(12):1590-1599

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6. López-Perea N, Masa-Callesa J, Torres de Miera MV, Fernández-García A, Echevarría JE, de Ory F, Martínez de Aragón MV. Shift within age-groups of mumps incidence, hospitalizations and severe complications in a highly vaccinated population. Spain, 1998–2014. Vaccine, 2017, 35(34): 4339-4345.

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8. Martínez-Torres AO, Mosquera MM, De Ory F, González-Praetorius A, Echevarría JE. Genetic characterization of rubella virus strains detected in Spain, 1998-2014. PLoS ONE. 2016. 11(9):e0162403.

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Novel Lyssavirus in bat, Spain

9. Aréchiga-Ceballos N, Vázquez-Morón S, Berciano JM, Nicolás O, Aznar- López C, Juste J, Rodríguez-Nevado C, Aguilar-Setién A, Echevarría JE. Novel Lyssavirus in bat, Spain. Emerging infectious Diseases. 2013.19(5): 793-795.

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The Complexity of Antibody Responses Elicited against the Respiratory Syncytial Virus Glycoproteins in Hospitalized Children Younger than 2 Years

2. Trento A, Rodriguez-Fernandez R, Gonzalez-Sanchez MI, Gonzalez-Martinez F, Mas V, Vazquez M, et al. The Complexity of Antibody Responses Elicited against the Respiratory Syncytial Virus Glycoproteins in Hospitalized Children Younger than 2 Years. Front Microbiol. 2017;8:2301.

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Potent single-domain antibodies that arrest respiratory syncytial virus fusion protein in its prefusion state.

3. Rossey I, Gilman MS, Kabeche SC, Sedeyn K, Wrapp D, Kanekiyo M, et al. Potent single-domain antibodies that arrest respiratory syncytial virus fusion protein in its prefusion state. Nat Commun. 2017;8:14158.

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Rapid profiling of RSV antibody repertoires from the memory B cells of naturally infected adult donors

6. Gilman MS, Castellanos CA, Chen M, Ngwuta JO, Goodwin E, Moin SM, et al. Rapid profiling of RSV antibody repertoires from the memory B cells of naturally infected adult donors. Sci Immunol. 2016;1(6).

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Characterization of a Prefusion-Specific Antibody That Recognizes a Quaternary, Cleavage-Dependent Epitope on the RSV Fusion Glycoprotein.

8. Gilman MS, Moin SM, Mas V, Chen M, Patel NK, Kramer K, et al. Characterization of a Prefusion-Specific Antibody That Recognizes a Quaternary, Cleavage-Dependent Epitope on the RSV Fusion Glycoprotein. PLoS Pathog. 2015;11(7):e1005035.

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Polyclonal and monoclonal antibodies specific for the six-helix bundle of the human respiratory syncytial virus fusion glycoprotein as probes of the protein post-fusion conformation.

 9. Palomo C, Mas V, Vazquez M, Cano O, Luque D, Terron MC, et al. Polyclonal and monoclonal antibodies specific for the six-helix bundle of the human respiratory syncytial virus fusion glycoprotein as probes of the protein post-fusion conformation. Virology. 2014;460-461:119-27.

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Biophysical properties of single rotavirus particles account for the functions of protein shells in a multilayered virus

Jiménez-Zaragoza M., Yubero M.L., Martín-Forero E., Castón J.R., Reguera D., Luque D.*, de Pablo P.J., Rodríguez J.M. 2018. Biophysical properties of single rotavirus particles account for the functions of protein shells in a multilayered virus. eLife 7: e37295. *Corresponding author.

PUBMED DOI

Capsid structure of dsRNA fungal viruses.

Luque D., Mata C.P., Suzuki N., Ghabrial S.A., Castón J.R. 2018. Capsid structure of dsRNA fungal viruses. Viruses 10(9):481

PUBMED DOI

Structural insights into Rotavirus entry

Rodríguez J.M., Luque D.* 2019. Structural insights into Rotavirus entry. Advances in Experimental Medicine and Biology. 1215:45-68. *Corresponding author.

PUBMED DOI

Acquisition of functions on the outer capsid surface during evolution of double-stranded RNA fungal viruses

Mata C.P., Luque D., Gómez-Blanco J., Rodríguez J.M., González J.M., Suzuki N., Ghabrial S.A., Carrascosa J.L., Trus B.L., Castón J.R. 2017. Acquisition of functions on the outer capsid surface during evolution of double-stranded RNA fungal viruses. PLoS Pathog. 13(12):e1006755.

PUBMED DOI

Structural Insights into the Assembly and Regulation of Distinct Viral Capsid Complexes

Sarker S., C. Terrón M., Khandokar Y., Aragão D., Hardy J.M., Radjainia M., Jiménez-Zaragoza M., de Pablo P.J., Coulibaly F., Luque D., Raidal D.R., Forwood J.K. 2016. Structural Insights into the Assembly and Regulation of Distinct Viral Capsid Complexes. Nat. Commun. 7:13014. IF: 12.124; D1.

PUBMED DOI

Heterodimers as the structural unit of the T=1 capsid of the fungal dsRNA Rosellinia necatrix quadrivirus 1

Luque D., Mata C.P., González-Camacho F., González J.M., Gómez-Blanco J., Alfonso C., Rivas G., Havens W.M., Kanematsu S., Suzuki N., Ghabrial S.A., Trus B.L., Castón J.R. 2016. Heterodimers as the structural unit of the T=1 capsid of the fungal dsRNA Rosellinia necatrix quadrivirus 1. J Virol. 90(24):11220-11230. IF: 4.666, Q1.

PUBMED DOI

Self-assembly and characterization of small and monodisperse dye nanospheres in a protein cage

Luque D., de la Escosura A., Snijder J., Brasch M., Burnley R.J, Koay M.S.T., Carrascosa J.L., Wuite G.J.L., Roos W.H., Heck A.J.R., J.J.L.M Cornelissen, Torres T., Castón J.R. 2014. Self-assembly and characterization of small and monodisperse dye nanospheres in a protein cage. Chem. Sci.,5, 575-581. IF: 9.211, D1.

DOI

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The Leishmaniasis and Chagas Disease Unit supports the National Health System through a multidisciplinary approach that includes the development and validation of diagnostic tests, the molecular characterization of parasites, molecular epidemiology, field studies, as well as experimental research into new therapeutic and prophylactic approaches for their control.
The laboratory has extensive experience in the characterization of the cellular and humoral immune response of leishmaniasis and post-treatment monitoring, as well as in asymptomatic individuals and in experimental animal models. The laboratory also contributes to immunological studies of the pathogenesis of leishmaniasis under immunosuppressive conditions (HIV/Leishmania co-infection, malnutrition, immunosuppressive treatment...). The laboratory has been a WHO Collaborating Center for Leishmaniasis since 1997, providing technical support to the various research and training activities of the WHO and participating in the evaluation of outbreaks of human leishmaniasis in endemic countries.
The laboratory also participates in the evaluation of prognostic markers for the evolution of T. cruzi infection and vertical (transplacental) transmission, an important public health problem in our country. It also carries out studies on the pharmacokinetics of drugs against Chagas disease.

The current director of CNM is Dr. José Miguel Rubio Muñoz.

Dr. José Miguel Rubio has a degree in Biological Sciences from the Universidad Autónoma de Madrid (1986) and a PhD in Biological Sciences from the same university (1992). He carried out his doctoral thesis at the Department of Genetics of the Universidad Autónoma de Madrid, as Associate Professor (1988-1989), and at the School of Biology of the University of East Anglia in Norwich, UK, as Senior Research Assistant (1989-1992).

During his postdoctoral period he obtained a grant from the European Commission within the Human Capital and Mobility Program to be carried out at the University of “La Sapienza” in Rome, Italy and the Institute of Molecular Biology and Biotechnology in Crete, Greece (1993-1994). Subsequently, he made a further stay funded by the WHO and the university itself at the Department of Entomology, Wageningen University, The Netherlands (1994-1996).

Since 1997 he has been a member of the Instituto de Salud Carlos III (ISCIII), where he joined the Department of Parasitology of the National Center of Microbiology, as an EU-INCO postdoctoral fellow and later with a grant from the Autonomous Community of Madrid (CAM). She was part of the founding group of the National Center for Tropical Medicine (2003-2006) and of the 24/7 Alerts and Emergencies Unit (2006-2018) and is currently Head of the Malaria and Emerging Parasitosis Unit of the National Microbiology Center and is part, as research staff, of the Center for Biomedical Research Network on Infectious Diseases (CIBERINFEC/ISCIII).

During his scientific career he has been Visiting Scientist at the Leonidas e Marie Dean Center (FIOCRUZ-AMAZONAS, Manaus, Brazil) and is an External Consultant of the Parasitology Departments of Cairo University (Egypt) and the Medical Research Center (MRC) of Kuala Lumpur (Malaysia).  He also belongs or has belonged to different national and international committees:  Member of the expert group for malaria control of the European Centre for Disease Control (ECDC) since 2011; Expert-Evaluator for health programs of the European Commission since 2004; Spanish Representative (commissioned by ISCIII and MSC) in the Technical Scientific Committee of the TDR (WHO) 2007-2008; Spanish Deputy Focal Point for microbiology at the European Centre for Disease Control (ECDC) from 2012 to 2020; and, member of the Research Ethics Committee of ISCIII until 2019.

In this period he has published more than 100 articles in international indexed journals, 10 book chapters and has been co-editor of two books in the area of malaria, tropical medicine and neglected diseases. He has participated in 58 competitively funded research projects, 20 of them international, having been the principal investigator in 8 national and 11 international projects as PI of the project or WP leader. In addition, he has led five agreements with companies. Currently he has been awarded four sexenios of research, being presented this year 2025 to the fifth. In the teaching field, he participates in different postgraduate programs in the areas of microbiology and parasitology, having directed seven doctoral theses and more than 20 Master's or Degree final projects, both nationally and internationally. ​​​​​

El laboratorio de Referencia e Investigación en Resistencia a Antibióticos ofrece una amplia cartera de servicios al Sistema Nacional de Salud, las cuales pueden solicitarse en cnm-laboratorios.isciii.es. Jefe del Laboratorio: Jesús Oteo Iglesias (Punto focal Nacional de Resistencia antibiótica).

Dispone de dos programas de Vigilancia oficiales y gratuitos que engloban los ensayos ofertados ya sea como aislamientos individuales o mediante estudio de brotes. El Laboratorio utiliza asimismo técnicas de PCR en tiempo real para la detección de genes de resistencia, estas técnicas se han adaptado a un formato multiplex que permite detectar varios genes en la misma reacción. En los últimos años se han incluido metodologías basadas en la secuenciación de genomas completos para el análisis de bacterias multiresistentes (WGS).

Programa de vigilancia de Haemophilus influenzae. Responsables: María Pérez Vázquez (Punto focal Nacional de Haemophilus influenzae) y Belén Aracil. Laboratorio encargado de la identificación, estudio de sensibilidad y análisis genotípico de aislados de Haemophilus influenzae, centrándose esencialmente en la patología invasiva debida este patógeno. 

Programa de vigilancia de Resistencia a Antibióticos. Responsables: María Pérez Vázquez  y Belén Aracil (Punto focal Nacional de Resistencia antibiótica). Laboratorio encargado de la identificación, el estudio de sensibilidad antibiótica, y el diagnóstico fenotípico y genotípico de los diferentes mecanismos de resistencia a antibióticos fundamentalmente en enterobacterias y gram-negativos no fermentadores y Enterococcus spp.

Estudio de brotes. Responsables: Belén Aracil y María Pérez Vázquez. El programa incluye la caracterización de brotes nosocomiales y clones emergentes de alto riesgo mediante diferentes técnicas moleculares (tabla resumen). Éstas, nos permiten realizar estudios filogenéticos con el fin de obtener una información detallada acerca la relación entre los diferentes aislados y su trazabilidad. El objetivo final es generar datos que se transfieren a los hospitales como ayuda para la prevención o control de la propagación del brote.

Acreditación y Calidad. Responsable: Belén Aracil. El laboratorio Referencia e Investigación en Resistencia a Antibióticos ha sido de los primeros en el ISCIII en la utilización de técnicas acreditadas por la Entidad Nacional de Acreditaciones (ENAC). Este laboratorio consiguió la primera acreditación homologada de técnicas diagnósticas en 2012, programa que ha sido ampliado, de manera que en la actualidad más de la mitad de las técnicas ofrecidas al Sistema Nacional de Salud están debidamente acreditadas por ENAC.

Técnicos responsables de las técnicas realizadas en el Laboratorio: Noelia Lara Fuella y Verónica Bautista Sánchez.

En la siguiente imagen se resumen las técnicas ofrecidas al Sistema Nacional de Salud.

PROGRAMAS NOMBRE CARTERA SERVICIO PATÓGENO DETERMINACIÓN, DETECCIÓN, ANÁLISIS MÉTODOS

Programa de vigilancia de Haemophilus

Programa de vigilancia de resistencia a antibióticos.

 Identificación bacteriana

Haemophilus sp.

Enterobacterias, gram-negativos no fermentadores, Enterococcus spp

 Identificación bacteriana

Bioquímicos

MALDI TOF

Secuenciación de RNAr
​ Identificación capsular

Haemophilus influenzae

 

 Identificación capsular fenotípica y genotípica

Aglutinación serológica en latex

PCR ind/multiplex
​ Determinación de Sensibilidad

Haemophilus sp.

Enterobacterias, gram-negativos no fermentadores, Enterococcus

 

 Determinación de Sensibilidad

Microdilución                

Tiras epsilon               

Kirby Bauer
​ Métodos fenotípicos de detección de mecanismos de resistencia

Enterobacterias, gram-negativos no fermentadores,

 

 Métodos fenotípicos de detección de mecanismos de resistencia

Discos y tabletas combinados con inhibidores                

Tiras combinadas     

Test de Hodge modificado

CabaNP                               

Inmunocromatografía CBP
​ Métodos genotípicos de detección de mecanismos de resistencia

Haemophilus sp.

Enterobacterias, gram-negativos no fermentadores, Enterococcus

 

 ADN, PCR y secuenciación

PCR ind/multiplex

Análisis comparativo de las secuencias
​ Tipificación molecular/análisis filogenéticos

Haemophilus sp.

Enterobacterias, gram-negativos no fermentadores, Enterococcus

 

Corte enzimas de restricción, electroforesis

ADN, PCR y secuenciación

Preparación de librerías y secuenciación y análisis de genomas completos

 

PFGE

 

MLST

 

WGS